DSS（葡聚糖硫酸钠）诱导动物结肠炎的造模原理及案例分享
2025-07-28 来源:本站 点击次数:16结肠炎作为一种常见的肠道炎症疾病，其病理机制复杂，涉及免疫失衡、肠道屏障损伤、菌群紊乱等多个方面。在基础研究中，构建稳定、可靠的动物模型是解析疾病发生机制、探索干预靶点的重要工具。葡聚糖硫酸钠（Dextran sulfate sodium salt, DSS，AbMole，M9443）是一种由葡聚糖经硫酸酯化形成的聚阴离子化合物。DSS的出现为动物结肠炎造模提供了强大工具，DSS可快速诱导出与结肠炎相似的病理特征，包括肠道黏膜充血、水肿、溃疡形成、炎症细胞浸润以及腹泻、便血等症状。Dextran sulfate sodium salt可用于克罗恩病（Crohn’s disease，CD）、溃疡型肠炎（Ulcerative colitis，UC）等炎症性肠病（IBD）在内的多种模型的构建。AbMole为全球科研客户提供高纯度、高生物活性的抑制剂、细胞因子、人源单抗、天然产物、荧光染料、多肽、靶点蛋白、化合物库、抗生素等科研试剂，全球大量文献专利引用。
图 1. DSS用于动物结肠炎模型的构建原理[1]
一、DSS（Dextran sulfate sodium salt）诱导动物结肠炎的造模原理DSS诱导结肠炎的作用过程涉及多个环节的协同作用：
1. DSS（葡聚糖硫酸钠）诱导肠道屏障损伤
DSS（Dextran sulfate sodium salt, AbMole，M9443）作为一种高电荷的聚合物，可与肠黏膜上皮细胞表面的黏蛋白结合，破坏肠黏膜的完整性；同时，它能抑制肠上皮细胞的增殖并促进其凋亡，导致肠黏膜屏障功能受损，肠道通透性增加，使得肠道内的菌群及其代谢产物（如脂多糖）易位至黏膜下层，触发局部炎症反应[2]。
2. DSS（葡聚糖硫酸钠）诱导免疫炎症激活
DSS（Dextran sulfate sodium salt, AbMole，M9443）导致肠道屏障破坏后，肠道菌群及其产物通过模式识别受体（如 Toll 样受体）激活肠道固有免疫细胞（如巨噬细胞、树突状细胞），促使其释放大量促炎细胞因子（如IL-6、IL-1β、IL-18等）和趋化因子，招募中性粒细胞、淋巴细胞等炎症细胞浸润肠黏膜，形成级联放大的炎症反应[3]。
3. DSS（葡聚糖硫酸钠）诱导肠道菌群紊乱
DSS（Dextran sulfate sodium salt, AbMole，M9443）可直接影响肠道菌群的组成与结构，导致有益菌（如乳酸菌、双歧杆菌）数量减少，有害菌过度增殖，菌群代谢产物失衡（如短链脂肪酸减少），进一步加剧肠道炎症和屏障损伤，形成 “屏障破坏-菌群紊乱-炎症加重” 的恶性循环[4]。
4. DSS（葡聚糖硫酸钠）的类肝素活性
DSS（Dextran sulfate sodium salt, AbMole，M9443）诱导结肠炎模型还可能与其具有肝素类似的作用有关，DSS能抑制血液凝固、血小板聚集和增强纤维蛋白溶解，并诱导结肠黏膜组织缺氧[5]。2014年，AbMole的两款抑制剂分别被西班牙国家心血管研究中心和美国哥伦比亚大学用于动物体内实验，相关科研成果发表于顶刊 Nature 和 Nature Medicine。
二、DSS（葡聚糖硫酸钠）用于动物结肠炎造模的注意事项
1. DSS（葡聚糖硫酸钠）用于结肠炎造模的分子量和浓度选择
DSS（葡聚糖硫酸钠）的分子量是影响造模效果的重要因素。研究表明，分子量在36,000-50,000 Da的DSS诱导结肠炎的效果最为稳定；低分子量DSS（如 4,000 Da）可能因肠道吸收过快而降低局部作用效果，高分子量DSS（如 500,000 Da）则由于分子量过高，难以通过黏膜屏障，无法有效诱导结肠炎[6]。一般使用40,000 Da的DSS可在小鼠中诱导出较为严重的炎症性肠病（IBD）[7]。此外，DSS（葡聚糖硫酸钠）的浓度直接决定炎症的严重程度。急性模型通常采用2%-5% 的浓度，慢性模型多使用1%-3%的浓度[8]；此外，纯度不足的DSS可能含有杂质，干扰实验结果，因此需选择高纯度（如≥98%）的试剂[8]，如DSS（Dextran sulfate sodium salt, AbMole，M9443）。
2. 使用DSS（葡聚糖硫酸钠）造模时的实验动物品系选择
小鼠和大鼠是构建结肠炎模型最常用的实验动物，其中C57BL/6小鼠对DSS（Dextran sulfate sodium salt, AbMole，M9443）敏感性较高，造模重复性好。例如C57BL/6N小鼠通过连续7周交替饮用含1% 的DSS的灭菌水，可以诱导溃疡性结肠炎模型[9]；BALB/c小鼠对DSS的敏感性适中，特别适合构建慢性模型[10]。在以大鼠为模型进行DSS诱导结肠炎造模时，可以选择的谱系包括SD（Sprague-Dawley）大鼠和Wistar大鼠，其中Wistar大鼠对DSS诱导的结肠炎反应较为稳定，适合用于急性结肠炎模型的构建。例如在一项研究中，Wistar大鼠通过自由饮用5% DSS的灭菌水7天，成功诱导了急性结肠炎模型[11]。SD大鼠也同样适用于构建结肠炎模型，而且由于其体型优势，有助于进行肠道组织取样和生理指标检测，适合用于需要长期观察或多次采样的实验。值得注意的是，不管是大鼠还是小鼠均要选择免疫系统发育成熟的个体进行实验。此外，斑马鱼等也可用于DSS诱导的结肠炎造模，但需调整DSS（Dextran sulfate sodium salt）浓度和造模周期。在一项研究中，使用0.25%（w/v）的DSS溶液来诱导斑马鱼幼鱼的中度肠炎，该浓度被证明能够成功诱导肠道损伤，同时避免对斑马鱼造成过高的毒性[12]。
3. 造模指标评估
在DSS（Dextran sulfate sodium salt, AbMole，M9443）诱导的过程中，可每日记录动物体重的变化（体重下降率是造模成功与否的重要指标，通常急性结肠炎模型下降10%-20%）；还可以结合组织病理学检查：在造模结束后处死动物，取肠组织进行HE 染色，观察黏膜损伤、隐窝破坏、炎症细胞浸润程度；分子生物学检测也是常用的手段之一，例如可以检测结肠组织中促炎细胞因子（如 TNF-α、IL-6）的 mRNA 或蛋白表达水平，评估炎症激活程度；肠道通透性检测则是DSS诱导结肠炎模型中最常用的评估方法，可通过灌胃荧光标记的葡聚糖如FITC-葡聚糖，检测血清中荧光强度以评估肠道屏障功能。
三、范例详解
1. Cell Res. 2025 May 9. （PMID: 40341742.）
复旦大学、西湖大学的研究团队在上述文章中探究了红细胞中残留的DNA（rbcDNA）在肿瘤早期检测中的作用及机制。研究发现，在早期实体瘤个体中成熟红细胞中存在独特的DNA特征（命名为肿瘤相关rbcDNA），与健康个体相比，这些特征在特定基因组区域的测序读数存在显著变化，可实现高精度的早期癌症检测（如结直肠癌检测灵敏度达94%、特异性达96%，且在肺癌、胃癌等多种癌症中同样有效）。此外，在肿瘤小鼠模型中也观察到了肿瘤相关的 rbcDNA 特征，其中一些特征在小鼠和人类之间是保守的。研究人员还发现在肿瘤进展过程中的IL-18信号的慢性上调会促进BM细胞（骨髓造血干细胞）中的DNA损伤，这有助于肿瘤相关 rbcDNA 特征的形成，但上述过程需要实体瘤的存在。在实验设计中为了排除单独的IL-18上调不会引起rbcDNA的产生，实验人员使用了由AbMole提供的DSS（Dextran sulfate sodium salt, AbMole，M9443）构建了小鼠结肠炎模型（该疾病模型中动物个体会持续产生高水平的IL-18），rbcDNA 特征分析表明，来自DSS诱导的结肠炎小鼠的rbcDNA与来自健康小鼠的rbcDNA相比，未见明显差别，表明单独的IL-18不足以诱导肿瘤相关的 rbcDNA 特征形成[13]。
图 2. Predictive scores for DSS-treated mice and WT mice based on the linear SVC model[13]
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参考文献及鸣谢
[1] B. Katsandegwaza, W. Horsnell, K. Smith, Inflammatory Bowel Disease: A Review of Pre-Clinical Murine Models of Human Disease, International journal of molecular sciences 23(16) (2022).
[2] L. Y. Pei, Y. S. Ke, H. H. Zhao, et al., Role of colonic microbiota in the pathogenesis of ulcerative colitis, BMC gastroenterology 19(1) (2019) 10.
[3] L. Hui, M. K. Huang, Q. K. Dai, et al., Amlexanox targeted inhibition of TBK1 regulates immune cell function to exacerbate DSS-induced inflammatory bowel disease, Clinical and experimental immunology 219(1) (2025).
[4] C. Lee, S. Kim, B. Kim, et al., Disturbance of lipid metabolism in germ-free mice transplanted with gut microbiota of DSS-induced colitis mice, PloS one 18(2) (2023) e0280850.
[5] Benoit, Chassaing, D Jesse, et al., Dextran sulfate sodium (DSS)-induced colitis in mice, (2014).
[6] M Pere, A %J Journal of biomedicine Cerar, biotechnology, Dextran Sodium Sulphate Colitis Mouse Model: Traps and Tricks, 2012(V) (2012) 718617-718629.
[7] Shuji Kitajima, Shigenobu Takuma, Masatoshi %J Exp Anim Morimoto, Histological Analysis of Murine Colitis Induced by Dextran Sulfate Sodium of Different Molecular Weights, 49(1) (2000) 9-15.
[8] S. Kitajima, S. Takuma, M. Morimoto, Histological analysis of murine colitis induced by dextran sulfate sodium of different molecular weights, Experimental animals 49(1) (2000) 9-15.
[9] Michael D Shultz, J Ulises Reveles, Shiv N Khanna, et al., Reactive Nature of Dopamine as a Surface Functionalization Agent in Iron Oxide Nanoparticles, 129(9) (2007) 2482-2487.
[10] Sina Riemschneider, Maximilian Hoffmann, Ulla Slanina, et al., Indol-3-Carbinol and Quercetin Ameliorate Chronic DSS-Induced Colitis in C57BL/6 Mice by AhR-Mediated Anti-Inflammatory Mechanisms, 18(5) (2021) 2262.
[11] A. G. Alkushi, S. T. Elazab, A. Abdelfattah-Hassan, et al., Multi-Strain-Probiotic-Loaded Nanoparticles Reduced Colon Inflammation and Orchestrated the Expressions of Tight Junction, NLRP3 Inflammasome and Caspase-1 Genes in DSS-Induced Colitis Model, Pharmaceutics 14(6) (2022).
[12] R. Yi, B. Yang, H. Zhu, et al., Quorum-Sensing Signal DSF Inhibits the Proliferation of Intestinal Pathogenic Bacteria and Alleviates Inflammatory Response to Suppress DSS-Induced Colitis in Zebrafish, Nutrients 16(11) (2024).
[13] Haobo Sun, Xingyun Yao, Yurong Jiao, et al., DNA remnants in red blood cells enable early detection of cancer, Cell research (2025).
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