关键词：类器官；组织解离；细胞活率

几毫克组织，可能决定一个类器官能不能“活下来”。

类器官培养看似是从“培养”开始，真正的挑战却往往发生在培养之前——如何把一小段珍贵的穿刺组织，尽可能完整地变成足够多、状态良好的活细胞。

手术切除标本量大，组织相对充足；但临床更常见的穿刺活检、内镜活检和FNA样本，却往往只有几毫克甚至更少。样本少、细胞少、经不起损失，也更经不起一次不合适的解离。

这也是为什么，在类器官构建中常有人说：样本决定了天花板，解离决定了地板。

2026年版《肿瘤类器官构建通用规范专家共识》进一步从样本采集、处理、解离到原代培养，对肿瘤类器官构建流程进行了系统规范，并特别关注低起始量临床样本的处理要求。

那么问题来了：

只有几毫克的穿刺样本，究竟怎么取、怎么解离，才能尽可能把有限的样本“用到位”？这一次，我们就从共识出发，重点讲清三个问题：

① 穿刺样本有哪些特殊要求？

② 为什么“解离”是最容易翻车的一步？

③ 面对几毫克的珍贵组织，解离设备究竟应该怎么选？

1、穿刺样本的五条“硬指标”

① 取材：≥3条、长度≥1cm、多点取材

共识说得很直接：能够提供充足组织（体积>5 mm³）的手术切除标本具有最高的培养成功率，而较小的活检样本“由于起始材料有限，则具有较大的技术挑战”。FNA虽然微创、扩大了可获取样本的患者范围（如转移性病灶），但“其细胞获得量低”，必须通过优化方案（如合并多次穿刺样本）来提高建系成功率。

② 时间：活检/FNA≤12小时，越短越好

共识引入了器官移植领域的概念——冷缺血时间（cold ischemia time，CIT），即组织从血供中断到开始处理的时间。大量证据表明，延长CIT会显著增加细胞死亡风险，这一原理同样适用于类器官起始所需的敏感干/祖细胞群。

③ 运输：2~8 ℃、冰上、组织保存液

组织一旦离体，应立即置于无菌、预冷的组织保存液中，并在整个运输过程中维持在2~8 ℃（冰上）的环境中。保存液通常为含抗生素的基础培养基，以防止微生物污染；必要时可短期加入Rho 激酶抑制剂 Y-27632，以减少失巢凋亡并提高细胞存活率。

共识同时提醒：未经放化疗的手术切除样本成功率最高，而经过多线治疗的穿刺样本成功率会显著降低。也就是说，穿刺样本本来就“先天不足”。它更需要把每一步都做到位——因为容错空间几乎为零。

二、解离：穿刺样本真正的“鬼门关”

组织送达实验室后，要变成能接种的细胞悬液，核心就两步：机械剪切 + 酶解消化。

第一步：机械剪切

通过灭菌眼科剪或手术刀片以机械方式将组织剪切成1 mm³ 或更小的小块，以增大与消化酶的接触面积。请注意这个“1 mm³”。对手术标本，剪几刀不算什么；但对一份只有几毫克、本来就零碎的穿刺组织条，每一次手工剪切都是不可逆的损耗——剪不碎，酶解不彻底；剪太狠，细胞碎给你看。

第二步：酶解消化

共识明确写道：“后续的酶解消化是关键环节，其方案因组织来源和肿瘤类型的不同而存在显著差异。”

此外，消化过程的温度和时间必须经过验证和优化，在有效解离组织的同时，最大限度地保护细胞表面蛋白和维持细胞整体活力，这是成功启动培养的先决条件。我司消化酶经过大量实验验证，不断优化创新，完美解决了少量组织难以进行预实验优化消解的难题。

第三步：过筛与判读——三条红线

消化结束后，通过70~100 μm的细胞滤网筛选，获得细胞簇和单细胞的混悬液，随后评估细胞活力和数量。共识给出了非常清晰的分级判定：

① 存活率 ≥ 70%，可直接接种，进入类器官培养

② 存活率 < 70%，不建议直接接种，宜先去除死细胞/碎片（去碎片试剂）并复测后再培养

③ 存活率 < 50%，或活细胞数 < 1×10⁴ 个，视为高风险样本，一般不建议继续尝试培养（除非可通过补采/合并提高活细胞量）

对照一下现实：手工解离很容易把活率做到60%上下——恰好卡在“需要去死细胞复测”甚至“高风险”的区间。而对一份珍贵穿刺样本来说，“复测”和“补采”往往意味着成本翻倍。

紧接着的接种环节同样有硬指标：消化后细胞活力宜达到70%以上方可直接用于类器官培养；接种密度以24孔板计，5×10⁴~1×10⁵个细胞/孔，培养初期72 h内应完成首次换液。

来算一笔账：24孔板每孔要5×10⁴~1×10⁵个活细胞。如果一份穿刺样本总共只能拿到10万个细胞，而活率只有60%，扣掉死细胞后只剩6万个——可能连一个孔都种不满。

这就是为什么共识会建议：针对细胞总数极少的样本，要增加穿刺样本量、合并样本以提高细胞总量，避免样本损失。

三、共识推荐设备清单

在共识的“实验室建设和运行管理要求”一节中，表4《类器官实验室功能分区与仪器设备配置》把“组织解离仪”明确列为处理区的扩展设备（宜配）。

同时，推荐意见16要求类器官实验室建立覆盖“人-机-料-法-环”全要素的质量管理体系：关键仪器设备（机）必须定期校验并良好运行，所有操作方法（法）均应标准化。也就是说，在穿刺样本这条路上，靠“老师傅的手感”是不可追溯、也不可复制的；把解离交给一台标准化设备，反而是更合规的选择。

上海净信（上海净信实业发展有限公司）的两款组织解离仪，正好对应这条需求。尤其是JX-CKSM系列温和型组织解离仪更加适合。

四、上海净信JX系列组织解离仪

JX-DLDXB 系列 —— 双向机械切割型（转刀款）

① 定位：致密实体器官、组织量充足的大样本

② 解离原理：双向机械切割+酶解协同。采用顺时针/逆时针双向旋转的机械切割结构，配合专用组织处理样品管和试剂盒，在37 ℃恒温条件下让“机械切割”与“酶消化”同时进行，全程进行组织解离。转刀的剪切力，恰恰是解离致密间质所需要的。

JX-CKSM 系列——温和解离型

① 定位：起始量小、样本珍贵的微量样本 —— 尤其适合临床穿刺

② 解离原理：高密度氧化锆珠与组织解离酶复合解离。通过高效温控，恒温消化，温和液力剪切逐层剥离，得到高浓度的活细胞悬液后，续经消化终止、过滤洗涤等步骤，必要时辅以红细胞裂解。

五、为什么穿刺样本，更推荐JX-CKSM温和型组织解离仪？

细胞之间通过多种连接及黏附蛋白形成紧密联系，单纯依靠机械剪切难以有效解离，而过强的剪切力又容易造成细胞破碎，释放大量细胞碎片及胞内成分。传统组织解离通常需要通过酶解破坏细胞间连接蛋白，使细胞从组织中释放。

JX-CKSM温和型组织解离仪运行过程中形成间隙涡流，通过液体剪切力对细胞团进行逐层、温和剥离，在实现组织解离的同时减少对细胞的机械损伤，从而获得高得率、高活率的单细胞悬液。该仪器利用液体剪切力在微观尺度上的高效作用和宏观尺度上的低损伤特性，在不破坏细胞完整性的情况下，实现细胞团的逐层、温和解离，从而显著提高单细胞悬液的制备得率和细胞活率。

我们把共识中的相关要求逐条对照，会发现，JX-CKSM温和型组织解离仪在微量样本处理、细胞活性保护、并行处理和操作标准化等方面，与穿刺样本的处理需求具有较高的契合度。

理由1：5mg起步，适配穿刺样本的微量特征

内镜活检、穿刺活检等临床样本通常体量较小，往往只有几毫克至几十毫克。JX-CKSM单管最低可处理5 mg组织，为微量样本提供了更合适的处理条件。对于细胞总量有限的穿刺样本而言，减少前处理和解离过程中的样本损失，是提高后续细胞获取量的重要环节。

理由2：2mL/5mL消化管，减少“大管小样”带来的样本损耗

对于仅有10 mg左右的微量组织，如果采用大体积消化体系，容易出现样本分散、贴壁或沉降等情况，也会增加后续回收和操作的难度。

JX-CKSM配套2 mL和5 mL消化管，使微量组织能够在更合适的反应体系中进行处理，有利于提高样本回收效率和解离过程的可控性。对于穿刺等微量样本而言，合适的处理容积本身就是提高样本利用效率的重要因素。

理由3：液体剪切解离，降低强机械作用对细胞的损伤

穿刺组织通常具有复杂的组织结构，不同区域的细胞组成和组织致密程度存在差异。单纯依赖强机械剪切虽然可以加快组织分散，但过强的机械作用也可能增加细胞膜损伤和细胞碎片产生。

JX-CKSM运行过程中形成间隙涡流，通过液体剪切力对组织进行持续、均匀的作用，使细胞团逐步、温和地解离；结合恒温酶解，有助于在实现组织充分解离的同时，减少过度机械处理对细胞完整性及表面抗原的影响。

理由4：48通道并行，适配多点穿刺及样本合并需求

对于同一病灶进行多点取样，可以在一定程度上增加可获得的细胞数量。面对多份微量穿刺样本，传统手工处理往往需要逐管操作，不仅耗时，也容易受到操作者差异的影响。

JX-CKSM最多可实现48通道并行处理，可根据样本量选择48×2 mL或24×5 mL的处理方式。多个样本能够在相同程序和条件下同步处理，有利于减少人为操作差异，提高样本处理的一致性和标准化程度。

理由5：快速完成解离，缩短细胞暴露时间

对于细胞数量有限的临床样本，组织从离体到完成处理的时间是影响细胞状态的重要因素之一。除了关注冷缺血时间（CIT）等前处理环节，组织解离本身也是细胞持续处于应激环境中的过程。

JX-CKSM在原代细胞制备场景下，单次组织解离可在约15分钟内完成，结合前后处理流程，可将整体操作时间控制在较短范围内。缩短组织处于酶解和机械作用环境中的时间，有利于减少额外应激，为获得状态良好的单细胞悬液创造条件。

理由6：减少过滤和转移过程中的细胞损失，提高微量样本利用率

对于穿刺样本而言，每一个细胞都十分珍贵。样本经过解离、过滤、转移和离心等多个步骤后，均可能产生一定程度的细胞损失。因此，在保证组织充分解离的同时，提高组织和细胞的回收效率尤为重要。

JX-CKSM采用双层滤网设计，并通过优化组织解离和细胞回收流程，尽可能减少组织残留及操作过程中的细胞损失。对于细胞数量本身较少的穿刺样本，提高单位样本的细胞回收量，有助于为后续培养、流式检测及其他下游实验提供更多细胞。

理由7：程序化控制，提高操作的一致性和可追溯性

临床样本处理不仅要关注最终结果，也需要关注过程的标准化和可追溯性。相关共识强调记录样本处理时间、处置措施，并对关键设备进行规范管理。

JX-CKSM可对温度、转速、时间等关键参数进行程序化设置，使不同批次样本能够按照相对统一的操作条件进行处理。参数可设定、过程可复现，有助于减少人为操作差异，为临床样本标准化处理和实验结果的重复性提供支持。

总结

临床微量样本构建类器官，难的不是“培养”，而是把只有几毫克的珍贵组织，变成活率≥70%、数量足够种板的活细胞。对穿刺样本，我们更推荐上海净信JX-CKSM温和型单细胞悬液制备仪：它不追求“解离得多快多猛”，而是追求“把每一毫克样本，都完整地变成活细胞”。

参考资料

[1] 上海市抗癌协会类器官专业委员会, 中国医师协会临床精准医疗专业委员会, 中国医药生物技术协会组织生物样本库分会, 等. 肿瘤类器官构建通用规范专家共识（2026 年版）[J]. 中国癌症杂志, 2026, 36(3): 299-312. DOI: 10.19401/j.cnki.1007-3639.2026.03.010

[2] Polak, R., Zhang, E.T. & Kuo, C.J. Cancer organoids 2.0: modelling the complexity of the tumour immune microenvironment. Nat Rev Cancer 24, 523–539 (2024). https://doi.org/10.1038/s41568-024-00706-6

[3] Phifer CJ, Bergdorf KN, Bechard ME, , et al. Obtaining patient-derived cancer organoid cultures via fine-needle aspiration. STAR Protoc. 2020 Dec 21;2(1):100220. doi: 10.1016/j.xpro.2020.100220. PMID: 33377121; PMCID: PMC7758553.

[4] Boj SF, Hwang CI, Baker LA, et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell. 2015 Jan 15;160(1-2):324-38. doi: 10.1016/j.cell.2014.12.021. Epub 2014 Dec 31. PMID: 25557080; PMCID: PMC4334572.

[5] Frappart PO, Hofmann TG. Pancreatic Ductal Adenocarcinoma (PDAC) Organoids: The Shining Light at the End of the Tunnel for Drug Response Prediction and Personalized Medicine. Cancers (Basel). 2020 Sep 24;12(10):2750. doi: 10.3390/cancers12102750. PMID: 32987786; PMCID: PMC7598647.