文章来源公众号：TCRshows           作者小小富minfu

数十年来，T细胞的过继转移已彻底改变了癌症免疫治疗。特别是TCR的基因工程在开发更精确和个性化的癌症免疫疗法方面取得了重要里程碑。然而，为了最大程度地发挥这一策略的优势，必须深入理解TCR affinity、avidity以及functional avidity在TCR及T细胞识别肿瘤相关抗原（TAA）过程中的作用，这对于持续改进过继性T细胞治疗至关重要。除了TCR相关参数外，调控T细胞活化的其他关键因素还包括TCR共受体对TCR- pMHC稳定性和TCR信号传导的影响、肿瘤表位密度以及TCR工程化T细胞中TCR的表达水平。这里描述了决定TCR特异性和T细胞活化的关键因素，并探讨了这些概念如何应用于癌症特异性TCR引导的T细胞重定向。

1、TCR亲和力：affinity、avidity与functional avidity
从TIL到TCR及CAR T细胞工程，T细胞在癌症免疫治疗的发展中标志着重要的里程碑。T细胞依靠其TCR，在MHC的背景下识别短肽表位。该受体属于免疫球蛋白基因超家族，由两个不同的α和β多肽链组成异源二聚体，存在于典型的αβ T细胞中。其胞外域参与抗原识别，包含可变区、恒定区以及一个含有二硫键的铰链区，以稳定TCR链间的相互作用。该结构延伸至跨膜区和胞内域，后者通过非共价方式与CD3γ、δ、ε和ζ蛋白结合，形成TCR-CD3复合物。当TCR正确识别相应的pMHC，包括MHC类型与CD4/CD8共受体之间的匹配时，TCR会发生一系列构象变化，从而产生第一激活信号。调控这一pMHC识别及后续T细胞活化的三个关键TCR参数是：TCR affinity、avidity和functional avidity（图1）。TCR affinity是控制T细胞对抗原敏感性的关键因素，定义为单个TCR与pMHC配体之间相互作用的强度。它通常由结合速率（kon）和解离速率（koff）决定，并以平衡解离常数（KD）表示。如果TCR affinity涉及单个受体，那么TCR avidity则衡量多个TCR-pMHC结合的强度，并考虑其他分子（如TCR共受体）在相互作用中的影响，而functional avidity则代表T细胞在不同肽表位浓度下的适应性和活性。平均functional avidity通常以EC50浓度表示，即达到T细胞群体半数最大激活所需的肽剂量。尽管生理条件下的TCR affinity范围可从1µM到100µM，但多项研究指出，包括抗肿瘤T细胞反应在内的T细胞最大活性的亲和力阈值为5–10µM的肽表位。在一项对天然TCR与TCR-like CAR的比较研究中，发现TCR-like CAR中抗体片段的亲和力是实现更优T细胞反应的关键因素。在此研究中，TCR affinity无法提升至5µM以上，而TCR-like CAR则表现出在nM范围内的更高亲和力阈值。相反，一项传统高亲和力单链TCR与TCR-like CAR的比较显示，尽管TCR-like CAR的表达水平更高，但其识别配体的敏感性较低，这可能与其信号动力学有关。在一组针对NY-ESO-1且亲和力增强但仍处于生理范围内的TCR中，经TCR转导的T细胞能够对高于5µM的亲和力产生响应，表明亲和力可能限制T细胞的最大激活。这一现象很可能是由于超过阈值后TCR affinity对TCR avidity的贡献减少所致。此外，基于12种TCR-pMHC相互作用表型模型的计算分析表明，TCR affinity可能并非T细胞反应的可靠指标。

●图1 TCR与pMHC之间的相互作用。T细胞通过pMHC识别肿瘤肽表位。多个参数会影响T细胞（包括经TCR工程改造的T细胞）对pMHC的敏感性。TCR affinity描述的是单个TCR与pMHC之间相互作用的强度，通常使用SPR技术进行测量。而TCR avidity则反映的是多个TCR与多个pMHC之间的整体结合情况。因此，常使用由多个通过链霉亲和素-生物素复合物连接并标记荧光染料的pMHC组成的多聚体来染色抗原特异性T细胞，并测定其TCR avidity。该参数还考虑了T细胞共受体（如CD8）在稳定TCR-pMHC结合中的作用。与TCR avidity密切相关的是functional avidity，它体现T细胞针对靶抗原的应答能力，表现为T细胞的活化和效应功能，包括T细胞增殖、抗肿瘤细胞毒性、细胞因子分泌、活化标志物上调等。

TCR的特异性是在一个成熟过程中获得的，该过程基于可变区（V）、连接区（J）以及仅在β链中存在的多样性（D）TCR片段的体细胞重排。这些重排产生近乎无限多样的具有不同特异性的TCR库，其中包括识别自身抗原的TCR，即人体内天然表达的抗原。在过继性T细胞治疗中靶向的许多TAAs都是可在健康组织中同样存在的自身抗原。由于针对自身反应性淋巴细胞的阴性选择机制，对自身抗原有高亲和力的T细胞克隆通常会被清除。因此，在循环T细胞中针对TAAs的高亲和力TCR频率较低。事实上，天然的癌症特异性TCR通常难以对生理水平的表位密度产生有效的T细胞应答，这也解释了为何肿瘤能够逃避T细胞的识别。相反，具有更高亲和力以及更长TCR-pMHC结合动力学半衰期的TCR通常能引发更强的T细胞应答，因为它们可以感知更低浓度的肽类表位。由于T细胞库经过编辑，循环T细胞对自身TAAs的亲和力通常较低，因此体外亲和力成熟成为增强T细胞识别低剂量肽表位能力的有效手段，甚至可使亲和力提高达700倍。然而需要强调的是，亲和力成熟并不总能解决低表位密度无法被识别的问题，已有研究表明，经过亲和力成熟且具有极高亲和力的TCR虽能加快T细胞的反应速度，却可能无法响应低密度的pMHC。这种识别缺失可通过降低TCR亲和力来恢复，使得结合半衰期超过10秒；但若半衰期达到10²至10³秒范围，则会导致敏感性丧失。在一项研究中，分析了使用不同肽段疫苗接种后，一组低亲和力与高亲和力癌症特异性T细胞克隆库的koff速率，发现解离速率与靶标识别及Ca2+动员密切相关。更重要的是，疫苗所用肽段的亲和力显著影响接种后患者体内产生的T细胞克隆的avidity，其中天然肽段和低亲和力肽段更有利于诱导出更高avidity的癌症特异性T细胞。

2、表位密度的作用
T细胞的活化依赖于TCR-pMHC结合动力学，而这一过程又受到肿瘤细胞或APC膜上表位密度的影响。TAAs在细胞内被加工处理后，与MHC分子结合形成pMHC，并呈现在细胞膜表面。肿瘤肽段与MHC分子之间的结合亲和力已被证实与T细胞的应答方式密切相关。研究表明，要实现肿瘤消退，p-MHC的亲和力通常需达到10nM或更高。然而，由于抗原加工和呈递机制存在缺陷，例如HLA分子水平下调，肿瘤肽抗原通常仅以少量形式表达于肿瘤细胞表面。在许多情况下，TAA水平通过基于mRNA的技术进行检测，这可能无法准确反映T细胞实际可接触的pMHC数量。在对预测的可变剪接形式进行肽组分析时发现，相较于正常转录本，癌症特异性剪接变异体中过量存在的肽段仅占HLA I类表位的一小部分。此外，研究发现癌组织来源的转录本中含有更多的亲水性氨基酸，这或许可以解释为何癌症特异性肽段较难被预测为MHC表位。一些研究尝试利用针对NY-ESO-1和LAGE-1、过表达TAAs或分化相关TAAs的优势表位的高亲和力可溶性TCR，来探究肿瘤细胞的免疫原性特征及其与表位密度的关系。该技术显示，天然加工的TAA肽表位通常以每个细胞10至150个拷贝的数量呈现。这一数量足以激活抗原特异性T细胞，因为已有研究证明，单个TCR-pMHC相互作用即可诱导辅助性T细胞的活化。该pMHC可连续与不同的TCR分子结合，在与约200个TCR结合后触发T细胞活化。此外，仅需3个pMHC复合物就足以促进细胞毒性T细胞的杀伤作用。然而，最近的研究将正确激活T细胞所需的pMHC配体数量提高到了至少90个。

尽管TCR affinity与T细胞感知较低抗原密度的能力直接相关，但TCR（功能）avidity更能预测当pMHC数量较少时，经TCR改造的T细胞诱导肿瘤特异性反应的能力。一些证据表明，在引发癌症特异性T细胞反应中，表位密度可能比TCR affinity或avidity起着更重要的作用。在非霍奇金B细胞淋巴瘤小鼠模型中，研究人员观察到avidity在消除肿瘤负荷方面并未发挥主要作用。高亲和力和低亲和力的TCR均能成功清除小肿瘤，但都无法应对较大的肿瘤。重要的是，高亲和力T细胞的数量较之低亲和力T细胞有所减少，很可能是因为前者更容易被诱导发生凋亡。通过调节肿瘤侧的表位密度以降低avidity，可恢复T细胞的适应性。在针对内源性黑色素瘤抗原TRP1的研究中也描述了类似现象。另一项报告则认为，在体内清除白血病细胞的主要因素是avidity，而非表位密度、p-MHC亲和力或pMHC的稳定性。这些发现支持存在一个affinity和avidity的阈值，超过该阈值后，进一步提高亲和力或选择超生理水平的avidity T细胞克隆，并不会转化为更强的体内反应。因此，这挑战了目前用于临床前和临床测试的T细胞克隆及TCR的选择方式。然而，一项研究指出，针对白血病抗原WT1的高avidity TCR无法识别自然加工的WT1肽段。这些相互矛盾的研究凸显了在癌症识别背景下TCR-pMHC相互作用的复杂性，也揭示了仅依据最佳TCR affinity或avidity来筛选用于TCR工程化的T细胞克隆或TCR所存在的风险。

3、TCR共受体的作用
TCR与相应的pMHC结合后，TCR共受体CD4和CD8分别与MHC II类和I类分子的恒定区结合。通常认为，这些共受体通过两种主要效应增强T细胞的敏感性和反应性：①稳定TCR与对应pMHC之间的弱相互作用；②将与共受体相关的酪氨酸激酶Lck招募至TCR信号复合物附近，从而促进TCR信号级联的启动。然而，尽管大量研究支持CD8在后一效应中的作用，且TCR对CD8依赖的亲和力阈值在60-120µM之间，但CD4仅能加速TCR触发的信号传导，并不能稳定TCR-pMHC的相互作用。这一功能因CD4与MHC分子之间的亲和力极低而受到质疑。尽管如此，共受体参与在TCR与pMHC结合过程中的重要性可由以下事实说明：抗CD4和抗CD8抗体能够减弱或阻断某些抗体克隆甚至增强TCR与pMHC的相互作用程度。当TCR以低亲和力与pMHC结合时，这种抗体介导的阻断或增强效应更为显著。此外，CD8共受体胞外域所提供的稳定性对于增强低亲和力TCR-T细胞的活化至关重要，但对于高亲和力TCR-T细胞则非必需。研究发现，CD8共受体通过改变TCR–pMHC相互作用的结合和解离速率，在亚优亲和力条件下提高结合效率。此外，CD8通过将TCR–pMHC I类复合物以依赖于CD8与MHC亲和力的速度动员至膜微区，调节TCR的敏感性或触发阈值。与胞外域不同，CD8的胞内信号结构域对于增强T细胞活化至关重要，且该作用独立于TCR强度。降低这种依赖CD8/Lck的酪氨酸激酶活性会降低TCR的敏感性，从而阻碍T细胞效应功能。基于这些发现，TCR对其对应pMHC亲和力的不同决定了其对CD8依赖程度的差异。此外，使用pMHC多聚体的研究表明CD8在抗原特异性TCR结合中具有关键作用。在CD8结合位点带有突变的四聚体选择性地结合高avidity T细胞，而不结合低avidity T细胞。此外，CD8共受体的参与增强了T细胞与其对应多聚体之间相互作用的avidity和稳定性。上述观察结果突显了TCR共受体的存在或缺失如何影响T细胞与相应pMHC分子之间的相互作用。此外，共受体表达水平或MHC结合能力的改变也会影响T细胞的功能。例如，HLA-A2 α3结构域的人工突变导致CD8共受体无法结合，从而抑制了T细胞介导的靶细胞特异性裂解，但并未干扰TCR–pMHC的相互作用。相反，经过人工改造、具有增强CD8结合能力的HLA-A*68分子则促进了T细胞增殖和细胞因子分泌。CD8与pMHC相互作用的功能效应还体现在：只有在共受体参与的情况下，低亲和力pMHC刺激的T细胞才能产生IFN-γ并表达CD107a表面标志。最后，CD8对低亲和力TCR的协同作用引发了针对自身肽段的非期望性自身反应问题。然而，T细胞可通过下调CD8膜表达来降低其functional avidity，从而减少自身反应潜能。

4、癌症特异性TCR的选择
寻找癌症特异性TCR候选物的一个良好起点，是从接受基于肽的疫苗或经基因改造表达完整肿瘤抗原或负载目标肽段的DC治疗后产生应答的患者体内分离获得。使用DC的基于肽或抗原mRNA的癌症疫苗策略，主要着眼于提高抗原呈递细胞表面表位密度，以增强免疫系统对一种或多种TAA的反应。当无法获取患者自身细胞时，使用供体材料是另一种选择。可通过自体负载肽的单核细胞来源DC来分离来自初始型库的高亲和力T细胞克隆，随后用负载肽的PBMC进行重复刺激。然而，由于针对自身抗原的高度反应性克隆较为稀少，这种方法可能难以实现。另一种获得肿瘤反应性T细胞克隆的来源是异基因材料。在此情况下，使用配型不匹配的供体细胞，旨在获得针对完整pMHC复合物而非仅针对肽段的异源反应性T细胞。此外，用目标肽段免疫过的转基因小鼠也可作为具有通常表现出高亲和力的鼠源TCR的来源。但该策略的一个缺点是异源TCR可能出现表位交叉反应，从而导致脱靶反应。为了提高TCR候选物的特异性和亲和力，可利用病毒相关恶性肿瘤中的病毒抗原，但针对这些表位的反应性T细胞的应用将局限于部分患者。针对肿瘤新抗原的T细胞克隆正受到越来越多关注，因为这些新抗原是真正存在于癌组织而不存在于健康组织中的癌症特异性表位。这些新抗原特异性T细胞为基因转移提供了高度特异性的肿瘤反应性TCR来源。然而，这一方法仍面临一些挑战，包括正确识别候选新表位，进而准确鉴定新抗原特异性T细胞克隆型，以及与肿瘤突变异质性和这些抗原表位密度相关的其他难题。

无论其来源如何，所选的TCR候选物都应通过pMHC多聚体结合实验和功能实验进行进一步测试，以确保其特异性和有效性（图1）。这一点尤为重要，因为TCR对自身抗原的结合强度通常弱于例如病毒抗原。TCR亲和力与T细胞免疫反应之间的这种关联，在表达病毒特异性TCR（高亲和力）或肿瘤特异性TCR（低亲和力）的工程化T细胞的不同反应中得到了明确体现。此外，高亲和力TCR通常比低亲和力TCR更少依赖CD8共受体结合的作用。目前，pMHC多聚体被广泛用作分析TCR avidity的首选方法，尤其适用于CD8阳性T细胞，而利用pMHC II类多聚体检测抗原特异性CD4 T细胞仍存在挑战。然而，如前所述，pMHC多聚体并不能提供有关functional avidity的信息，甚至可能无法识别重要的抗原特异性TCR库。为此，研究人员开发了一种TCR缺陷的CD8阳性Jurkat衍生细胞系，用于快速且一致地评估克隆TCR的functional avidity。该细胞系称为2D3，为T细胞functional avidity的测量提供了均一化/标准化的方法。它携带由活化T细胞核因子（NFAT）驱动的EGFP报告基因，从而使TCR激活与EGFP表达相关联。这种细胞系的优点之一是可通过任何类型的工程技术，方便地用编码TCR的DNA或mRNA对其进行遗传修饰。还有研究人员在另一种Jurkat衍生细胞系中引入了三种荧光蛋白：EGFP、CFP和mCherry。借助这三参数报告平台，可同时分析三个在T细胞活化中起关键作用的转录因子——NFAT、NF-κB以及AP-1，以评估TCR功能。CD137是一种在CD8 T细胞刺激后24小时上调的活化标志物，可用作从初始库中不同扩增T细胞亚群内富集高亲和力T细胞克隆的标记。筛选亲和力优化TCR的最大挑战之一是降低靶内或脱靶交叉反应的风险。描述了一种扫描方法，可在识别有效TCR的同时，精确定位可能具有危险性的TCR。该扫描方法首先基于affinity和functional avidity对天然TCR进行初筛，随后对这些TCR进行亲和力增强，并进一步开展亲和力和功能表征。最终候选分子则通过X-scan进行比较，该系统将目标肽段的所有残基逐一突变为所有可能的氨基酸。这种全面的筛选确保候选分子仅识别目标肽段，而不识别其他潜在肽段。

还强调了选择正确APC以准确分析TCR亲和力的重要性。为了分析TCR亲和力并预测肿瘤特异性TCR基因工程T细胞的敏感性，通常使用不同浓度（一般在μM范围）的肽抗原对APC进行致敏。其中，T2细胞系已成为此类实验的金标准。该细胞系缺乏抗原加工相关转运蛋白（TAP），导致细胞表面存在大量“空载”HLA分子。尽管这一特性在肽致敏实验中具有优势，但所使用的肽浓度远高于生理水平，与自然加工的TAA肽相比，可能导致TCR亲和力的误判。事实上，常规实验中常使用μM量级的肽段进行致敏，而若要模拟表位的生理浓度，T2细胞应使用低nM浓度的肽段。当然，也可采用其他细胞系和检测方法来评估肿瘤杀伤能力、细胞因子分泌（对由细胞因子风暴引起的不良反应至关重要），以及总体上任何反映T细胞适应性和抗肿瘤反应特异性的指标。

5、TCR-T细胞抗肿瘤反应的改善
尽管TCR亲和力与T细胞活性之间的相关性存在一些差异，但选择高亲和力TCR或提高低亲和力TCR的亲和力仍是增强抗肿瘤反应的一种手段（图2）。目前采用多种技术进行TCR亲和力成熟，包括噬菌体展示系统——可实现pM级亲和力的TCR、酵母TCR展示系统、结合丙氨酸扫描法以鉴定关键氨基酸残基的哺乳动物逆转录病毒展示系统、替换TCR CDRs中的关键氨基酸，以及利用体细胞高频突变的方法。另一方面，增强转基因TCR的二聚化及其在T细胞表面的表达水平，是提高TCR avidity及T细胞功能的有效途径。TCR工程中的一个难点在于转基因TCR表达水平较低，这主要是由于其与内源性TCR发生错配，进而可能导致有害的免疫反应，并与内源性TCR竞争TCR复合物组装机制。多年来已发展出多种技术来解决这一问题，这些方法针对TCR分子机制的不同方面（图2）。其中一种策略是通过shRNA沉默内源性TCR序列，从而增加细胞表面转基因TCR的数量并减少内源性TCR的存在，shRNA可被包含在携带转基因TCR的同一载体中，或通过转染siRNA实现。在这两种情况下，siRNA均靶向TCR链的恒定区，以便同时抑制多种内源性TCR序列。完全去除内源性TCR可通过ZFNs、TALENs或近期更常用的CRISPR-Cas9系统等技术实现。尽管抑制内源性TCR是减少TCR错配的简单方法，但其他策略则着眼于提高转基因TCR的稳定性，从而降低TCR错配（图2）。因此，用于T细胞基因工程的TCR已被引入额外的二硫键进行改造，该方法最近也被应用于高亲和力可溶性TCR。这一改造通过在TCR α链和β链中均引入半胱氨酸实现。另一种方法是将人TCR链的恒定区替换为小鼠αβ或人γδ TCR的恒定区。采用此策略时，αβ TCR链的恒定区被互换，以生成保留抗肿瘤功能的嵌合TCR。尽管此类改造增强了TCR的抗肿瘤功能，但异源成分的存在可能引发免疫原性，从而削弱细胞的作用效果。这一问题可通过将TCR恒定区的关键残基替换为小鼠来源的相应残基来解决。此外，尽管该策略仍会产生错配的TCR，但这些错配产物无法与CD3结合，因而无功能活性。然而，使用这些策略仍可能发生错配。为大幅避免错误配对，单链TCR基于TCR α和β链可变区通过连接肽融合而成。该结构随后与TCR β链恒定区连接形成单链TCR，而TCR α链恒定区则单独添加，以允许招募CD3复合物。类似于完整的TCR，在可变区引入额外的二硫键可增强分子的稳定性，并进一步提升工程化细胞的功能活性。上述针对内源性TCR库或转基因TCR结构的改造手段当然也可组合使用，以进一步提高TCR的avidity并促进更优的T细胞应答。

●图2 增强肿瘤特异性TCR工程化T细胞。

6、TCR affinity与avidity在肿瘤特异性TCR工程T细胞中的临床影响
用于癌症治疗的TCR工程化T细胞已在临床应用十余年，与此同时，人们普遍认为TCR affinity与avidity在有效清除癌细胞方面具有重要作用。经过亲和力成熟优化的TCR工程化T细胞已成功诱导表达MART-1、gp100、WT1蛋白、CEA、NY-ESO-1、LAGE-1或MAGE-A家族的肿瘤产生临床应答。尽管提高亲和力的抗肿瘤TCR可增强对低表位密度肿瘤细胞的识别能力，但也增加了与正常组织抗原发生交叉反应的风险。在使用亲和力增强型TCR的临床试验中已观察到脱靶识别和交叉反应现象。采用从经CEA肽免疫小鼠中分离出的亲和力增强型HLA-A02限制性TCR改造的T细胞导致严重但短暂的结肠炎；而来自MAGE-A3疫苗接种转基因小鼠的亲和力增强型HLA-A02限制性MAGE-A3/A9/A12特异性TCR因识别脑细胞表达的MAGE-A12引发神经毒性。另一款针对骨髓瘤和黑色素瘤开发的高亲和力HLA-A*01限制性MAGE-A3特异性TCR导致前两名接受治疗的患者出现心源性休克并最终死亡。临床前研究未预测到脱靶反应，然而携带该TCR的工程化T细胞因识别横纹肌特异性肌联蛋白衍生肽而在患者中引起严重心脏组织损伤。尽管未经亲和力优化的TCR也可能导致致命不良事件，但此案例凸显了在未充分评估交叉反应性前使用亲和力增强型TCR所存在的风险。为解决这一问题，研究人员建立了一套体外广泛的临床前测试流程，通过包括人类肿瘤细胞系、原代肿瘤样本以及表达多种HLA等位基因的EBV转化B淋巴母细胞系（B-LCLs）组合，并结合分子分析手段，评估亲和力增强型MAGE-A4特异性TCR的安全性和有效性。在完成该测试程序后，获得了一个具备安全临床特征的亲和力增强型TCR候选物，用于后续临床试验（NCT03132922，NCT04044768）。另一个与亲和力增强型TCR相关的问题是持续性的本底信号激活，即对HLA分子的持续识别所致。虽然这一问题最初可能不会危及患者生命，但由于TCR–CD3下调及抑制性受体上调，会损害工程化T细胞的功能活性。值得庆幸的是，通过精细调节TCR亲和力可能避免这种持续性激活。

内源性TCR链与转基因TCR链之间的错配问题，尽管不仅限于高亲和力TCR，但在过继性TCR工程T细胞治疗的安全性方面仍需引起重视。尽管迄今为止尚未报道由TCR错配相关的新生反应所引起的不良事件，但这一潜在问题可通过多种技术手段敲除内源性TCR来解决（图2），其中一些方法已在临床试验中得到验证并取得积极结果。特别是CRISPR-Cas9系统因其简便性、精确性和多功能性，彻底改变了癌症治疗中细胞基因工程的操作方式。最近，该方法已被用于难治性癌症患者，通过多重编辑系统在导入肿瘤特异性TCR的同时，抑制T细胞内源性TCR链以及负性免疫检查点分子PD-1的表达。

对于难以分离出肿瘤特异性TCR的患者，使用健康供体的T细胞是一个不错的替代方案。这一选择的优势之一在于，可以筛选大量T细胞数量未受影响的供体，直至获得最佳的高亲和力TCR。该策略的另一个问题是供体TCR可能引起的脱靶反应，这可通过与减少TCR错配相同的技术手段加以预防。由于来自细胞毒性CD8 T细胞的TCR可能存在严重毒性，因此从Tregs或辅助性CD4 T细胞中获得的高亲和力TCR成为肿瘤特异性TCR的另一种来源。尽管使用Treg来源的TCR引发了人们对工程化辅助性CD4 T细胞在体内重定向为Treg的担忧，但目前在患者中尚未观察到此类现象，反而在转移性癌症患者中诱导了肿瘤消退。

总结
TCR affinity、avidity、共受体以及表位密度之间精妙的相互关系，突显了在增强TCR affinity或avidity以感知低表位密度与避免潜在危险的交叉反应性之间取得平衡的重要性。为此，开发具有精细调控亲和力的TCR新方法、从头生成肿瘤特异性TCR，以及选择新抗原或TAP非依赖性抗原作为肿瘤靶向的表位，将有助于制备更有效且更安全的TCR修饰T细胞。TCR疗法的未来正逐步突破传统T细胞的局限，非传统淋巴细胞如γδ T细胞及其TCR，以及NK细胞，正在临床前和临床研究中被广泛探索。这些细胞类型可规避TCR错配和交叉反应的问题，同时具备内在的抗肿瘤活性。由于不会引发移植物抗宿主并发症，它们还为开发即用型异基因产品提供了可能。此外，联合使用细胞因子或免疫检查点抑制剂以增强T细胞活性的策略，可能减少对构建超生理亲和力TCR的需求，从而避免严重不良反应。总之，TCR-pMHC相互作用的复杂性，也即T细胞与肿瘤细胞相互作用的复杂性，要求TCR基因工程采取整体性策略，以开发更精准、更有效的过继性T细胞癌症疗法。