欢迎回到《Binding Assays - More Than One Way to Achieve your Goals》系列文章。
在本篇中,我们将重点介绍两种更高级的结合实验检测方法:
看看这些技术如何进一步提升Binding Assay的灵敏度、降低背景干扰,并满足高通量筛选(HTS)等更复杂的研究需求。
Time-resolved FRET(TR-FRET)
TR-FRET Binding Assay 可以理解为一种改良版的 FRET Binding Assay,其中传统 FRET 中的受体荧光基团被镧系元素(lanthanide)所替代。该技术常用于研究信号通路,以及 G 蛋白偶联受体(GPCR)激动剂/拮抗剂的筛选。
在相关演讲中,Prof. Charlton 介绍了如何利用 TR-FRET 研究并优化结合动力学(binding kinetics)。
镧系元素的使用,使实验既能够在检测前引入时间延迟,又能够通过 FRET 提高供体荧光检测的特异性。由于背景荧光显著降低,TR-FRET 相较于单独使用 FRET 或 TRF,能够在 Binding Assay 中提供更高的灵敏度。这种更高的灵敏度意味着,即使使用极少量的试剂,也能够获得良好的检测限(LOD)。在低至 2 µl 的体积下,实验仍然可以实现信号检测,同时仅需极少的分析物纯化步骤。
这使得 TR-FRET 能够适用于 384、1536 以及 3456 孔微孔板,因此成为高通量筛选(HTS)Binding Assay 的优选方法。目前主要存在四种 TR-FRET 化学体系,结合适当的抗体(以及 biotin 等其他亲和标签)后,可用于大量不同类型的结合相互作用检测:
Table 1:TR-FRET 技术中的供体与受体特性
| TR-FRET 体系 |
Donor | 激发 波长 |
Acceptor | 镧系元素 发射峰 |
FRET 发射峰 |
|---|---|---|---|---|---|
| Lance | Eu-Chelate | 347 nm | APC | 620 nm | 665 nm |
| HTRF | Eu/Tb Cryptate | 347 nm | XL665(APC), d2 | 620nm/ 490nm |
665 nm |
| LanthaScreen | Tb-Chelate | 347 nm | Fluorescein | 490 nm | 520 nm |
| THUNDER | Eu-Chelate | 347 nm | Far-red dye | 620 nm | 665 nm |
除了商业化试剂盒之外,TR-FRET 的供体与受体对也可以自由组合,前提是供体发射光谱与受体激发光谱之间存在足够的重叠。这一点在应用案例《Differential binding of ∆9-tetrahydrocannabinol derivatives to type 1 cannabinoid receptors (CB1)》中已有展示。
所有 TR-FRET 实验都会产生两个发射信号:一个来自通过 FRET 激发后的荧光信号,另一个来自镧系元素本身的发射信号。因此,大多数 TR-FRET 实验并不会只计算 FRET 信号本身,而是计算 FRET Ratio(例如 665 nm / 620 nm)。FRET Ratio 的计算能够有效消除培养基带来的干扰,并使实验不受常规实验条件(如培养基、血清、biotin 以及有色化合物)的影响。
在科学演讲《Targeting the type 1 cholecystokinin receptor to screen for novel obesity treatments》中,研究人员建立了一种 TR-FRET Binding Assay,用于筛除 orthosteric 或 negative-allosteric 结合分子。此外,也存在能够同时读取两个信号(multiplexing)的 TR-FRET 竞争性结合实验。这类实验通常采用 terbium 标记供体,并以绿色和红色染料作为受体。¹
在案例《Pioneering Pre-Clinical Drug Discovery with Advanced Assays》中,来自 Excellerate Bioscience 与 University of Nottingham 的 Nick Holliday 讨论了 PHERAstar® FSX 在基于 TR-FRET 的动力学结合分析中的优势。
BRET Binding Assays
生物发光(Bioluminescence)已经在生物研究中广泛应用约 40 年。发光实验利用 luciferase 酶产生光信号。最早在细菌中被克隆的 luciferase 之一,是来源于北美萤火虫(North American firefly)的 firefly luciferase。² 多年来,研究人员已经发现了多种不同类型的 luciferase。
Luciferase 会与其天然底物(例如北美萤火虫中的 luciferin)发生反应,并在 ATP 与氧气存在下生成氧化产物(oxyluciferin)。该产物形成时处于激发态,当电子回到较低能级时,便会释放光信号。
Fig. 1:BRET Binding Assay 原理
在过去 20 年中,luciferase 越来越广泛地被应用于 BRET Binding Assay。BRET 与 FRET 和 TR-FRET 非常相似,不同之处在于:BRET 中用于其中一个结合对象的供体(donor)是 luciferase。
将 luciferase 作为供体的优势在于,研究人员可以直接构建带有 luciferase 标签的目标蛋白(例如 GPCR),并较容易地将其用于基于细胞的 Binding Assay,相较于 FRET 和 TR-FRET 更加方便。
BRET 的另一个重要优势是:实验不需要外部激发光。实验仅需加入 luciferase 底物即可。这避免了在使用光源激发荧光团或镧系元素时可能出现的问题,例如:
BRET 实验发表于 1999 年³ ,此后,研究人员尝试了多种 luciferase 作为供体,以及多种荧光分子作为受体。
其中最重要的进展之一,是 NanoLuc luciferase 的开发。这是一种小分子量酶,其发光强度约为 Firefly Luciferase 的 150 倍。Promega 基于 NanoLuc 开发出了 NanoBRET™ 平台,用于研究活细胞中的蛋白-蛋白相互作用。
BRET 的一个重要应用,是实时研究激动剂与细胞膜受体之间的结合过程。这一点也在网络研讨会《Real-time profiling of receptor pharmacology》中进行了进一步讨论。
另一个应用案例见于《Identification of peptide ligands for orphan GPCRs by measuring Ca2+ -induced luminescence in transfected cells》,该研究利用磁力搅拌器、加热器以及活细胞注射系统完成实验。
近年来,CRISPR 技术也被用于编辑活细胞 DNA,将 NanoLuc 标记到目标 GPCR 上。形成的融合蛋白可直接作为 BRET donor,从而避免了外源性 donor 表达需求(相关案例可见应用说明)。这一策略极大拓展了 BRET 在活细胞蛋白-蛋白相互作用研究中的应用价值。⁴
此外,这类基于 BRET 的实验体系还可用于研究 G-protein dissociation。过去,相较于 TR-FRET 和 AlphaScreen,BRET 一直存在灵敏度较低、动态范围较小的问题。这主要是由于所使用的 luciferase 信号强度有限。然而,NanoLuc 的出现已经显著改善了这一问题,因此 BRET 在 Binding Assay 与高通量筛选中的应用正在持续增长。
另一种利用发光研究相互作用的方法是 HiBiT CETSA。该实验利用与目标蛋白(POI)融合的片段化 HiBiT NanoLuc luciferase。在生理条件下,片段 luciferase 可以重新组装形成具有功能的完整酶;而当蛋白受热变性后,则无法完成组装。
HiBiT CETSA 通过加入潜在配体研究蛋白结合。当配体与目标蛋白结合后,其热稳定性会增加,并产生可测量的变化。
此外,片段化 NanoLuc luciferase 还可直接用于蛋白结合检测。例如在应用案例《Identification of androgen-disruptors using a cell-based androgen receptor dimerization assay》中,就采用了基于 NanoBiT® 的实验体系。
在本系列最后一篇文章中,我们还将介绍基于 AlphaScreen® 的应用方案,并最终总结如何根据实际应用需求,选择最适合的检测模式。期待与您下周再见!
References
欢迎关注进科驰安微信公众号:Bio-Gene
回复:视频,查看更多相关视频
长按/扫描以下二维码可识别关注公众号

广州进科驰安科技有限公司
Bio-Gene Technology Ltd.
176 2009 3784
www.bio-gene.com.cn
marketing@bio-gene.com.cn
香港 北京 上海 广州